Arbeitsgruppe Aymelt Itzen

Das Verständnis der molekularen Prozesse des Lebens erfordert das Verständnis von Proteinen: Fast jeder biologische Prozess beinhaltet die Beteiligung dieser Biomoleküle. Es ist daher nicht verwunderlich, dass detaillierte Untersuchungen von Proteinen auf molekularer Ebene fundamentale Einblicke in die Biochemie und Zellbiologie des Menschen geliefert haben. Unsere Gruppe ist daran interessiert, die Biochemie und Struktur von Proteinen unter dem Einfluss von Interaktionspartnern zu untersuchen. Insbesondere der Beitrag posttranslationaler Modifikationen zur Regulation der Proteinaktivität ist ein zentrales Forschungsthema in unserem Labor. In dieser Hinsicht ist es interessant, den Einfluss pathogener Bakterien auf die Funktion und Aktivität von menschlichen Proteinen zu betrachten: Diese Krankheitserreger haben im Laufe der Evolution faszinierende Mechanismen entwickelt, um die infizierten menschlichen Zellen durch Modulation der Aktivität von Schlüsselproteinen manipulieren zu können, z.B. durch Anbringung von posttranslationalen Modifikationen. Das Studium der molekularen Grundlagen solcher Manipulationsprozesse ermöglicht es uns, Strategien von Krankheitserregern zu identifizieren und zu beschreiben.

PTMs in Kontext von Krankheit und Infektion

Etliche bakterielle Krankheitserreger haben im Laufe der Evolution ausgeklügelte Strategien entwickelt, um ihrer Beseitigung durch das menschliche Immunsystem entkommen zu können. Zu diesem Zweck setzen sie während eines Infektionsprozesses eine Vielzahl bakterieller Proteine frei, welche in essentielle intrazelluläre Vorgänge in der Wirtszelle eingreifen und damit das Überleben des Eindringlings garantieren. Unser Ziel ist es, die zugrundeliegenden Mechanismen der Manipulation menschlicher Proteine anhand ausgewählter bakterieller Faktoren im molekularen Detail zu verstehen. Zu diesem Zweck isolieren wir die gewünschten bakteriellen Proteine in hoher Reinheit, sodass wir anschließend deren biochemischen und funktionellen Eigenschaften mittels biophysikalischer und strukturbiologischer Methoden studieren können.

Ein Fokus unserer Arbeit liegt aktuell auf der Erforschung von posttranslationalen Modifikationen (PTMs), die im Kontext bakterieller Krankheitserreger auftreten. Posttranslationale Modifikationen sind dabei chemische Veränderungen an Proteinen, die durch Enzyme hervorgerufen werden. Diese Umformungen beeinflussen die Aktivität und Funktionalität der modifizierten Proteine signifikant. Daher setzen viele Pathogene Enzyme frei, die selektiv und spezifisch zentrale Faktoren menschlicher Zellen modifizieren um damit dem Krankheitserreger einen Vorteil zu verschaffen.

Besonders für uns interessant unter den posttranslationalen Modifikationen ist die sogenannte AMPylierung von menschlichen Proteinen. Viele bakterielle Krankheitserreger injizieren Enzyme in Wirtszellen, die das allgemeine verfügbare Adenosintriphosphat (ATP) verwenden und damit Zielproteine mit einem Adenosinmonophosphat (AMP) verknüpfen. Mittlerweile wissen wir, dass die AMP-übertragenden Enzyme in vielen bakteriellen Krankheitserregern vorhanden sind, deren Zielproteine können allerdings nicht vorhergesagt werden.

Daher ist ein zentrales Thema unserer Arbeit die Entwicklung von Methoden, mit deren Hilfe AMP-modifizierte Proteine identifiziert werden können. Hierfür verwenden wir ein Spektrum an biochemischen, chemischen, massenspektrometrischen und immunologischen Verfahren, welche die gezielte Anreicherung und Analyse von AMPylierten Molekülen ermöglicht. Aber auch andere PTMs (Phosphocholinierung, Phosphorylierung, Proteolyse) sind Gegenstand unserer Forschung

Darüber hinaus möchten wir die biochemischen, funktionellen und strukturellen Konsequenzen von PTMs im Kontext bakterieller Infektionen im molekularen Detail verstehen. Die Einbringung und Analyse von PTMs (z.B. AMPylierungen) sind technisch herausfordernd und benötigen umfangreiche Kenntnisse zur Biochemie und Funktionsweise der jeweiligen Proteine und Enzyme. Eine Kernexpertise unserer Gruppe ist daher die Generierung von Proteinen, die Einführung der PTMs, sowie die umfassende Charakterisierung dieser Moleküle. Unser Forschungsansatz ermöglicht es uns, Angriffspunkte von Bakterien identifizieren und deren mögliche zelluläre Konsequenzen studieren zu können.

Methodische Expertise

  • Expression und Produktion gereinigter Proteine
  • Biophysikalische Charakterisierung von Proteinen
  • Entwicklung enzymatischer Testverfahren

Methodenspektrum

  • Molekularbiologie für pro- und eukaryotische Systeme, wachsende Datenbank von über 8000 Plasmiden
  • Rekombinante Proteinexpression in E.coli und Hefe
  • Herstellung reiner Proteine mittels chromatografischer Verfahren im Multi-Milligram Maßstab (Affinitäts- und Größenausschlusschromatografie, Chromatografiesysteme, proteolytischer Verdau)
  • Massenspektrometrische Analyse intakter rekombinanter Proteine
  • Biophysikalische Charakterisierung von Proteinen und Proteininteraktionen (Fluoreszenzspektrometrie, Fluoreszenzanisotropie, Fluoreszenztritration, isothermale Titrationskalorimetrie, Thermophorese, Biolayer Interferometry, CD, TSA)
  • Proteinkristallisation und Strukturbestimmung mittels Röntgenkristallographie
  • Interaktionsanalyse von Proteinen mittels Hefe-2-Hybrid-Ansätzen, analytischer Größenausschlusschromatographie, Affinitätsstudien
  • Immunologische Nachweistechniken (z.B. Western-Blotting)
  • Etablierung von Enzymkinetiken (basierend auf Fluoreszenzmethoden, Massenspektrometrie, quantifizierende Western-Blot- und chromatografische Verfahren)
  • Eukaryotische Zellkultur (Hela, CHO, THP1, HEK293) in Verbindung mit Fluoreszenzmikroskopie
  • Etablierung neuer Nachweis- und Anreicherungsverfahren für posttranslationale Modifikationen (Generierung und Anwendung spezifischer Antikörper, Anwendung neuer chemischer Konzepte)
  • Stabilisierung, Präparation und Charakterisierung schwach-affiner Proteinkomplexe

Publikationen

isTab: false

2020

Conformational control of small GTPases by AMPylation
Barthelmes K, Ramcke E, Kang H, Sattler M, Itzen A
P NATL ACAD SCI USA. 2020;117(11):5772-5781.

Validation of the Slow Off-Kinetics of Sirtuin-Rearranging Ligands (SirReals) by Means of Label-Free Electrically Switchable Nanolever Technology
Schiedel M, Daub H, Itzen A, Jung M
CHEMBIOCHEM. 2020;21(8):1161-1166.

Divergent Evolution of Legionella RCC1 Repeat Effectors Defines the Range of Ran GTPase Cycle Targets
Swart A, Steiner B, Gomez-Valero L, Schütz S, Hannemann M, Janning P, Irminger M, Rothmeier E, Buchrieser C, Itzen A, Panse V, Hilbi H
MBIO. 2020;11(2):.

2019

Phosphorylation of Ser111 in Rab8a Modulates Rabin8-Dependent Activation by Perturbation of Side Chain Interaction Networks
Pourjafar-Dehkordi D, Vieweg S, Itzen A, Zacharias M
BIOCHEMISTRY-US. 2019;58(33):3546-3554.

Nucleotide exchange factor Rab3GEP requires DENN and non-DENN elements for activation and targeting of Rab27a
Sanzà P, Evans R, Briggs D, Cantero M, Montoliu L, Patel S, Sviderskaya E, Itzen A, Figueiredo A, Seabra M, Hume A
J CELL SCI. 2019;132(9):.

2018

The protease GtgE from Salmonella exclusively targets inactive Rab GTPases
Wachtel R, Bräuning B, Mader S, Ecker F, Kaila V, Groll M, Itzen A
NAT COMMUN. 2018;9(1):44.

2017

Proximity-Triggered Covalent Stabilization of Low-Affinity Protein Complexes In Vitro and In Vivo
Cigler M, Müller T, Horn-Ghetko D, von Wrisberg M, Fottner M, Goody R, Itzen A, Lang K
ANGEW CHEM INT EDIT. 2017;56(49):15737-15741.

2016

A pull-down procedure for the identification of unknown GEFs for small GTPases
Koch D, Rai A, Ali I, Bleimling N, Friese T, Brockmeyer A, Janning P, Goud B, Itzen A, Goody R
Small GTPases. 2016;7(2):93-106.

Adenylylation of Tyr77 stabilizes Rab1b GTPase in an active state: A molecular dynamics simulation analysis
Luitz M, Bomblies R, Ramcke E, Itzen A, Zacharias M
SCI REP-UK. 2016;6:19896.

bMERB domains are bivalent Rab8 family effectors evolved by gene duplication
Rai A, Oprisko A, Campos J, Fu Y, Friese T, Itzen A, Goody R, Gazdag E
ELIFE. 2016;5:.

2015

Molecular perspectives on protein adenylylation
Hedberg C, Itzen A
ACS CHEM BIOL. 2015;10(1):12-21.

Covalent Protein Labeling by Enzymatic Phosphocholination
Heller K, Ochtrop P, Albers M, Zauner F, Itzen A, Hedberg C
ANGEW CHEM INT EDIT. 2015;54(35):10327-30.

Phosphoproteomic screening identifies Rab GTPases as novel downstream targets of PINK1
Lai Y, Kondapalli C, Lehneck R, Procter J, Dill B, Woodroof H, Gourlay R, Peggie M, Macartney T, Corti O, Corvol J, Campbell D, Itzen A, Trost M, Muqit M
EMBO J. 2015;34(22):2840-61.

Locking GTPases covalently in their functional states
Wiegandt D, Vieweg S, Hofmann F, Koch D, Li F, Wu Y, Itzen A, Goody R
NAT COMMUN. 2015;6:7773.

2014

Exploring adenylylation and phosphocholination as post-translational modifications
Albers M, Itzen A, Hedberg C
CHEMBIOCHEM. 2014;15(1):19-26.

The Legionella longbeachae Icm/Dot substrate SidC selectively binds phosphatidylinositol 4-phosphate with nanomolar affinity and promotes pathogen vacuole-endoplasmic reticulum interactions
Dolinsky S, Haneburger I, Cichy A, Hannemann M, Itzen A, Hilbi H
INFECT IMMUN. 2014;82(10):4021-33.

Reaction mechanism of adenylyltransferase DrrA from Legionella pneumophila elucidated by time-resolved fourier transform infrared spectroscopy
Gavriljuk K, Schartner J, Itzen A, Goody R, Gerwert K, Kötting C
J AM CHEM SOC. 2014;136(26):9338-45.

The structure of the N-terminal domain of the Legionella protein SidC
Gazdag E, Schöbel S, Shkumatov A, Goody R, Itzen A
J STRUCT BIOL. 2014;186(1):188-94.

Diversity and plasticity in Rab GTPase nucleotide release mechanism has consequences for Rab activation and inactivation
Langemeyer L, Nunes Bastos R, Cai Y, Itzen A, Reinisch K, Barr F
ELIFE. 2014;3:e01623.

The role of the hypervariable C-terminal domain in Rab GTPases membrane targeting
Li F, Yi L, Zhao L, Itzen A, Goody R, Wu Y
P NATL ACAD SCI USA. 2014;111(7):2572-7.

Direct targeting of Rab-GTPase-effector interactions
Spiegel J, Cromm P, Itzen A, Goody R, Grossmann T, Waldmann H
ANGEW CHEM INT EDIT. 2014;53(9):2498-503.

α-Synuclein interacts with the switch region of Rab8a in a Ser129 phosphorylation-dependent manner
Yin G, Lopes da Fonseca T, Eisbach S, Anduaga A, Breda C, Orcellet M, Szegő É, Guerreiro P, Lázaro D, Braus G, Fernandez C, Griesinger C, Becker S, Goody R, Itzen A, Giorgini F, Outeiro T, Zweckstetter M
NEUROBIOL DIS. 2014;70:149-61.

2013

RabGEFs are a major determinant for specific Rab membrane targeting
Blümer J, Rey J, Dehmelt L, Mazel T, Wu Y, Bastiaens P, Goody R, Itzen A
J CELL BIOL. 2013;200(3):287-300.

Membrane extraction of Rab proteins by GDP dissociation inhibitor characterized using attenuated total reflection infrared spectroscopy
Gavriljuk K, Itzen A, Goody R, Gerwert K, Kötting C
P NATL ACAD SCI USA. 2013;110(33):13380-5.

Protein-DNA arrays as tools for detection of protein-protein interactions by mass spectrometry
Gogolin L, Schroeder H, Itzen A, Goody R, Niemeyer C, Becker C
CHEMBIOCHEM. 2013;14(1):92-9.

Modulation of small GTPases by Legionella
Goody R, Itzen A
CURR TOP MICROBIOL. 2013;376:117-33.

Intermediates in the guanine nucleotide exchange reaction of Rab8 protein catalyzed by guanine nucleotide exchange factors Rabin8 and GRAB
Guo Z, Hou X, Goody R, Itzen A
J BIOL CHEM. 2013;288(45):32466-74.

Mechanism of Rab1b deactivation by the Legionella pneumophila GAP LepB
Mihai Gazdag E, Streller A, Haneburger I, Hilbi H, Vetter I, Goody R, Itzen A
EMBO REP. 2013;14(2):199-205.

Activation of Ran GTPase by a Legionella effector promotes microtubule polymerization, pathogen vacuole motility and infection
Rothmeier E, Pfaffinger G, Hoffmann C, Harrison C, Grabmayr H, Repnik U, Hannemann M, Wölke S, Bausch A, Griffiths G, Müller-Taubenberger A, Itzen A, Hilbi H
PLOS PATHOG. 2013;9(9):e1003598.

2012

Specific localization of Rabs at intracellular membranes
Blümer J, Wu Y, Goody R, Itzen A
BIOCHEM SOC T. 2012;40(6):1421-5.

Catalytic mechanism of a mammalian Rab·RabGAP complex in atomic detail
Gavriljuk K, Gazdag E, Itzen A, Kötting C, Goody R, Gerwert K
P NATL ACAD SCI USA. 2012;109(52):21348-53.

Reversible phosphocholination of Rab proteins by Legionella pneumophila effector proteins
Goody P, Heller K, Oesterlin L, Itzen A, Goody R
EMBO J. 2012;31(7):1774-84.

Crystal structure of the Rab binding domain of OCRL1 in complex with Rab8 and functional implications of the OCRL1/Rab8 module for Lowe syndrome
Hagemann N, Hou X, Goody R, Itzen A, Erdmann K
Small GTPases. 2012;3(2):107-10.

Posttranslational modifications of Rab proteins cause effective displacement of GDP dissociation inhibitor
Oesterlin L, Goody R, Itzen A
P NATL ACAD SCI USA. 2012;109(15):5621-6.

Characterization of enzymes from Legionella pneumophila involved in reversible adenylylation of Rab1 protein
Shkumatov A, Oesterlin L, Schoebel S, Goody P, Goody R, Itzen A
J BIOL CHEM. 2012;287(42):35036-46.

2011

The versatile Legionella effector protein DrrA
Goody R, Schoebel S, Oesterlin L, Blümer J, Peters H, Blankenfeldt W, Itzen A
Commun Integr Biol. 2011;4(1):72-4.

A structural basis for Lowe syndrome caused by mutations in the Rab-binding domain of OCRL1
Hou X, Hagemann N, Schoebel S, Blankenfeldt W, Goody R, Erdmann K, Itzen A
EMBO J. 2011;30(8):1659-70.

Adenylylation: renaissance of a forgotten post-translational modification
Itzen A, Blankenfeldt W, Goody R
TRENDS BIOCHEM SCI. 2011;36(4):221-8.

Covalent coercion by Legionella pneumophila
Itzen A, Goody R
CELL HOST MICROBE. 2011;10(2):89-91.

GTPases involved in vesicular trafficking: structures and mechanisms
Itzen A, Goody R
SEMIN CELL DEV BIOL. 2011;22(1):48-56.

Rab GTPase-Myo5B complexes control membrane recycling and epithelial polarization
Roland J, Bryant D, Datta A, Itzen A, Mostov K, Goldenring J
P NATL ACAD SCI USA. 2011;108(7):2789-94.

Protein LidA from Legionella is a Rab GTPase supereffector
Schoebel S, Cichy A, Goody R, Itzen A
P NATL ACAD SCI USA. 2011;108(44):17945-50.

Efficient synthesis and applications of peptides containing adenylylated tyrosine residues
Smit C, Blümer J, Eerland M, Albers M, Goody R, Itzen A, Hedberg C
ANGEW CHEM INT EDIT. 2011;50(39):9200-4.

Identification and characterisation of novel Mss4-binding Rab GTPases
Wixler V, Wixler L, Altenfeld A, Ludwig S, Goody R, Itzen A
BIOL CHEM. 2011;392(3):239-48.

One-pot dual-labeling of a protein by two chemoselective reactions
Yi L, Sun H, Itzen A, Triola G, Waldmann H, Goody R, Wu Y
ANGEW CHEM INT EDIT. 2011;50(36):8287-90.

Atomic resolution structure of EhpR: phenazine resistance in Enterobacter agglomerans Eh1087 follows principles of bleomycin/mitomycin C resistance in other bacteria
Yu S, Vit A, Devenish S, Mahanty H, Itzen A, Goody R, Blankenfeldt W
BMC STRUCT BIOL. 2011;11:33.

2010

The Legionella effector protein DrrA AMPylates the membrane traffic regulator Rab1b
Peters H, Blümer J, Blankenfeldt W, Goody R, Itzen A
SCIENCE. 2010;329(5994):946-9.

High-affinity binding of phosphatidylinositol 4-phosphate by Legionella pneumophila DrrA
Schoebel S, Blankenfeldt W, Goody R, Itzen A
EMBO REP. 2010;11(8):598-604.

2009

Chaperone-assisted production of active human Rab8A GTPase in Escherichia coli
Bleimling N, Alexandrov K, Goody R, Itzen A
PROTEIN EXPRES PURIF. 2009;65(2):190-5.

RabGDI displacement by DrrA from Legionella is a consequence of its guanine nucleotide exchange activity
Schoebel S, Oesterlin L, Blankenfeldt W, Goody R, Itzen A
MOL CELL. 2009;36(6):1060-72.

2008

Key determinants of Rab specificity
Itzen A, Goody R
STRUCTURE. 2008;16(10):1437-9.

2007

Sec2 is a highly efficient exchange factor for the Rab protein Sec4
Itzen A, Rak A, Goody R
J MOL BIOL. 2007;365(5):1359-67.

2006

Purification, crystallization and preliminary X-ray crystallographic analysis of mammalian MSS4-Rab8 GTPase protein complex
Itzen A, Bleimling N, Ignatev A, Pylypenko O, Rak A
ACTA CRYSTALLOGR F. 2006;62(Pt 2):113-6.

Nucleotide exchange via local protein unfolding--structure of Rab8 in complex with MSS4
Itzen A, Pylypenko O, Goody R, Alexandrov K, Rak A
EMBO J. 2006;25(7):1445-55.

Letzte Aktualisierung aus dem FIS: 30.05.2020 - 00:40 Uhr